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Revista Científica Multidisciplinar
Volumen
5
, Número
5 -
Año 2026
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Variación de los Efectos de la Astaxantina sobre la
Motilidad y Funcionalidad del Semen Ovino
Congelado

Variation of the Effects of Astaxanthin on the Motility and Functionality of
Frozen Ovine Semen

María Pamela Naranjo Baculima

maria.naranjo.97@est.ucacue.edu.ec

https://orcid.org/0009-0000-0320-1914

Facultad de Ciencias Agropecuarias, Universidad Católica de Cuenca

Cuenca
–
Ecuador

María Sofía Álvarez Encalada

sofyalvarezen@outlook.com

https://orcid.org/0009-0004-2218-7889

Facultad de Ciencias Agropecuarias, Universidad Católica de Cuenca

Cuenca
–
Ecuador

Manuel Maldonado Cornejo

mmaldonadoc@ucacue.edu.ec

https://orcid.org/0000-0002-1507-2280

Facultad de Ciencias Agropecuarias, Universidad Católica de Cuenca

Cuenca
–
Ecuador

Juan Carlos Alvarado Alvarado

jalvaradoa@ucacue.edu.ec

https://orcid.org/0000-0002-7240-179X

Facultad de Ciencias Agropecuarias, Universidad Católica de Cuenca

Cuenca
–
Ecuador

Andrés Moscoso Piedra

amoscosop@ucacue.edu.ec

https://orcid.org/0000-0002-4017-0165

Facultad de Ciencias Agropecuarias, Universidad Católica de Cuenca

Cuenca
–
Ecuador

Artículo recibido: 14/08/2026

Aceptado para publicación: 14/09/2026

Conflictos de Intereses: Ninguno que declarar

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Página | 54

RESUMEN

La
criopreservación
del
semen
ovino
es
fundamental
para
los
programas
de
mejoramiento
genético
y
conservación
de
material
reproductivo;
sin
embargo,
durante
la
congelación y descongelación se genera estrés oxidativo asociado a la producción excesiva de
especies reactivas de oxígeno (ROS), afectando la integridad celular y disminuyendo la calidad
seminal post-congelación. Ante esta problemática, el uso de antioxidantes en los medios de
congelación ha sido propuesto como una estrategia para reducir el daño celular y preservar la
funcionalidad espermática. El objetivo de la investigación fue determinar la dosis funcional de
astaxantina en semen ovino criopreservado mediante la evaluación de variables relacionadas
con la motilidad y funcionalidad espermática. Se realizaron seis colectas de semen provenientes
de un carnero Kathadin de fertilidad comprobada. Las muestras fueron distribuidas en cuatro
tratamientos experimentales: un grupo control y tres grupos suplementados con 0,5 μM, 1 μM
y 2 μM de astaxantina. Posteriormente, el se
men fue criopreservado en nitrógeno líquido y
evaluado
post-descongelación
mediante el
sistema
CASA,
la
prueba
de Eosina
–
Nigrosina,
HOST
y
MitoTracker
Green.
Los
resultados
evidenciaron
diferencias
significativas
en
la
integridad
funcional
de
membrana
y
en
la
frecuencia
de
batida
flagelar,
observándose
respuestas favorables principalmente en los tratamientos suplementados con 0,5 μM y 1 μM de
astaxantina. Asimismo, la vitalidad espermática, la funcionalidad mitocondrial y la mayoría de
los parámetros cinéticos no presentaron diferencias estadísticas entre tratamientos. Se concluye
que la astaxantina mostró potencial para mejorar determinados parámetros funcionales del
semen ovino criopreservado.

Palabras
clave:
astaxantina,
criopreservación,
semen
ovino,
motilidad
espermática,
estrés oxidativo

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Página | 55

ABSTRACT

Cryopreservation of sheep semen is fundamental for genetic improvement programs
and the conservation of reproductive material; however, during freezing and thawing, oxidative
stress is generated, associated with the excessive production of reactive oxygen species (ROS),
affecting cell integrity and decreasing post-freezing semen quality. Given this problem, the use
of antioxidants in freezing media has been proposed as a strategy to reduce cell damage and
preserve sperm function. The objective of this research was to determine the functional dose
of astaxanthin in cryopreserved sheep semen by evaluating variables related to sperm motility
and function. Six semen samples were collected from a Kathadin ram with proven fertility. The
samples were distributed into four experimental treatments: a control group and three groups
supplemented with 0.5
μ
M, 1
μ
M, and 2
μ
M of astaxanthin. Subsequently, the semen was
cryopreserved in liquid nitrogen and evaluated post-thaw using the CASA system, the Eosin-
Nigrosin test, HOST, and MitoTracker Green. The results showed significant differences in
functional
membrane
integrity
and
flagellar
beating
frequency,
with
favorable
responses
observed mainly in the treatments supplemented with 0.5
μ
M and 1
μ
M astaxanthin. Sperm
viability,
mitochondrial
function,
and
most
kinetic
parameters
did
not
show
statistically
significant differences between treatments. It is concluded that astaxanthin showed potential to
improve certain functional parameters of cryopreserved ovine semen.

Keywords:
astaxanthin, cryopreservation, ovine semen, sperm motility, oxidative stress

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INTRODUCCIÓN

La
criopreservación
del
semen
ovino
se
ha
consolidado
como
una
de
las
herramientas
fundamentales dentro de las biotecnologías reproductivas, debido a su aplicación en programas
de inseminación artificial, conservación genética y mejoramiento reproductivo en pequeños
rumiantes (Gibbons et al., 2016). A pesar de los avances en los protocolos de congelación
seminal,
la
calidad
espermática
posterior
a
la
descongelación
continúa
siendo
una
de
las
principales limitantes dentro de la reproducción animal, principalmente por las alteraciones
celulares
ocasionadas
durante
los
cambios
bruscos
de
temperatura
propios
del
proceso
de
congelación y descongelación (Benson et al., 2012).

Durante la criopreservación se produce un incremento considerable de especies reactivas de
oxígeno (ROS), moléculas responsables del estrés oxidativo celular y del deterioro funcional
de los espermatozoides (Berean et al., 2024). El exceso de ROS genera daño estructural en
membranas
plasmáticas,
proteínas,
ADN
y
mitocondrias,
comprometiendo
directamente
la
motilidad,
viabilidad
y
capacidad
fecundante
de
la
célula
espermática
(Gao
et
al.,
2021).
Además, este proceso favorece fenómenos de peroxidación lipídica y alteraciones metabólicas
progresivas que afectan la estabilidad celular durante la congelación y descongelación seminal
(Berean et al., 2024).

El
semen
ovino
corresponde
a
un
fluido
biológico
compuesto
por
plasma
seminal
y
espermatozoides. El plasma seminal contiene proteínas, aminoácidos, minerales, enzimas y
moléculas antioxidantes que participan en el mantenimiento del homeostasis celular y en la
protección
frente
al
daño
oxidativo
(Rodríguez
‐
Martínez
et
al.,
2011).
Por
otra
parte,
el
espermatozoide
presenta
un
sistema
antioxidante
limitado
debido
a
la
escasa
cantidad
de
citoplasma presente en la célula, reduciendo su capacidad natural de defensa frente al exceso
de ROS (Aitken & Drevet, 2020). Los mecanismos antioxidantes espermáticos se clasifican en
sistemas enzimáticos y no enzimáticos. Dentro de los antioxidantes enzimáticos destacan la
superóxido
dismutasa
(SOD),
catalasa
(CAT),
glutatión
reducido
(GSH),
tiorredoxinas
y
peroxirredoxinas, cuya función principal consiste en neutralizar radicales libres y disminuir la
oxidación
celular
(Agarwal
et
al.,
2014).
Por
otra
parte,
los
antioxidantes
no
enzimáticos
incluyen vitamina E, vitamina C, zinc, selenio y carotenoides antioxidantes, compuestos que
participan en la estabilidad de membranas y en la regulación del equilibrio redox celular (Valko
et al., 2006).

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Entre los antioxidantes utilizados en reproducción animal, la astaxantina ha despertado especial
interés
debido
a
su
elevada
capacidad
antioxidante
y
a
sus
propiedades
biológicas
sobre
membranas
y
organelos
celulares
(Ambati
et
al.,
2014).
La
astaxantina
es
un
carotenoide
perteneciente al grupo de las xantofilas, presente de forma natural en microalgas, crustáceos y
organismos marinos. Su estructura química le permite actuar tanto en ambientes lipídicos como
acuosos, neutralizando radicales libres y disminuyendo el daño oxidativo celular.

La funcionalidad mitocondrial representa una de las variables más importantes dentro de la
calidad seminal, debido a que la producción de ATP necesaria para la motilidad espermática,
es así que depende directamente de la actividad de las mitocondrias localizadas en la pieza
intermedia del espermatozoide (Pendergrass et al., 2004). En este contexto, la astaxantina ha
demostrado efectos protectores sobre las mitocondrias al disminuir la oxidación lipídica y
preservar el potencial energético celular. Diversos estudios desarrollados en diferentes especies
animales reportan mejoras en parámetros relacionados con motilidad, viabilidad e integridad
de membrana tras la suplementación con astaxantina. Gao et al. (2021) observaron mejoras en
calidad
seminal
y
capacidad
antioxidante
en
reproductores
suplementados
con
este
carotenoide.
Asimismo,
Bu
et
al.
(2023)
demostraron
que
la
astaxantina
incrementó
la
capacidad antioxidante y el potencial mitocondrial del semen de carneros Hu, disminuyendo el
daño oxidativo post-congelación.

La motilidad espermática constituye una de las principales variables utilizadas para evaluar
calidad
seminal,
debido
a
que
refleja
la
capacidad
de
desplazamiento
y
funcionalidad
del
espermatozoide. Del mismo modo, la viabilidad celular, integridad de membrana plasmática y
actividad
mitocondrial
representan
parámetros
fundamentales
para
determinar
el
estado
fisiológico de la célula espermática posterior a la criopreservación (Paucar Quito et al., 2025).
Estas variables pueden verse severamente afectadas durante los procesos de congelación y
descongelación debido al daño oxidativo ocasionado por el exceso de ROS.

A pesar de los resultados favorables reportados en diferentes modelos experimentales, todavía
existe variabilidad respecto a las concentraciones de astaxantina utilizadas y a sus efectos sobre
semen
ovino
criopreservado
(Wu
et
al.,
2024).
Esta
situación
evidencia
la
necesidad
de
continuar investigando el comportamiento de diferentes dosis de astaxantina sobre parámetros
relacionados
con
motilidad
y
funcionalidad
espermática
post-descongelación.
Con
base
en
estos antecedentes, se plantea la hipótesis de que la suplementación en el medio de congelación
con diferentes concentraciones de astaxantina mejorará la motilidad y funcionalidad del semen

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ovino post-congelación al disminuir el daño oxidativo ocasionado durante la criopreservación.
Por lo tanto, la presente investigación tuvo como objetivo determinar la dosis funcional de
astaxantina sobre semen ovino congelado mediante la evaluación de parámetros relacionados
con motilidad, viabilidad, integridad de membrana plasmática y funcionalidad mitocondrial.

METODOLOGÍA

La
presente
investigación
se
desarrolló
en
el
Laboratorio
de
Reproducción
Animal
de
la
Facultad de Ciencias Agropecuarias de la Universidad Católica de Cuenca, donde se procesó
y
criopreservó
semen
ovino
proveniente
de
un
semental
de
raza
Kathadin
con
fertilidad
comprobada (Labanda et al., 2025). Se empleó un único donador con el propósito de reducir la
variabilidad individual y mantener una mayor homogeneidad entre las muestras, considerando
que la calidad espermática puede estar influenciada por factores
propios del individuo, así
como
por
factores
externos
y
ambientales.
De
esta
manera,
se
buscó
controlar
el
efecto
asociado al donador y evaluar con mayor precisión la respuesta a las diferentes concentraciones
de astaxantina.

El
estudio
tuvo
un
enfoque
experimental
orientado
a
evaluar
el
efecto
de
diferentes
concentraciones
de
astaxantina
sobre
la
motilidad
y
funcionalidad
espermática
post-
congelación. Para ello, se realizaron seis colectas seminales obtenidas de un solo donador
adulto mediante el uso de vagina artificial, bajo condiciones controladas de temperatura y
manejo. Tal como se observa en la Figura 1, la metodología experimental comprendió una fase
de
campo
y
una
fase
de
laboratorio.
La
fase
de
campo
incluyó
la
colecta
seminal
y
el
acondicionamiento de las muestras, mientras que la fase de laboratorio abarcó la evaluación
seminal, la preparación de los tratamientos con astaxantina, el proceso de criopreservación, la
descongelación y las pruebas de funcionalidad espermática necesarias para el cumplimiento de
los objetivos de la investigación.

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Figura 1.
Diseño de la Investigación.

Fuente:
elaboración propia.

La investigación se estructuró en fases de campo y laboratorio. En la fase de campo se realizó
la colecta seminal utilizando una vagina artificial acondicionada con agua a temperaturas entre
40
°C
y
45
°C.
Posteriormente,
las
muestras
fueron
mantenidas
a
temperatura
corporal
y

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protegidas de cambios bruscos de temperatura y exposición directa a la luz hasta su traslado al
laboratorio, con la finalidad de evitar alteraciones celulares prematuras.

Posterior
a
la
colecta
se
desarrolló
la
fase
de
laboratorio,
donde
se
efectuó
la
evaluación
macroscópica y microscópica inicial del semen. La evaluación macroscópica incluyó volumen
y color del eyaculado, mientras que la evaluación microscópica consideró motilidad masal,
individual
y
concentración
espermática.
La
motilidad
masal
fue
observada
mediante
microscopía con lente de 10x, mientras que la concentración seminal se determinó mediante
un fotómetro SDM1(Minitube) específico para la especie ovina.

Para la preparación del diluyente seminal se utilizó Triladyl®(Minitube), yema de huevo y
agua ultrapura (Sigma Aldrich) en una proporción 1:3:1. La solución fue acondicionada a baño
María
a
37
°C
antes
de
su
mezcla
con
el
semen.
Posteriormente,
las
muestras
fueron
distribuidas en cuatro tratamientos experimentales: un grupo control sin antioxidante (T0) y
tres tratamientos suplementados con diferentes concentraciones de astaxantina: T1 (0,5 μM),
T2 (1 μM) y T3 (2 μM). Cada tratamiento fue p
reparado a partir de soluciones previamente
estandarizadas y posteriormente incorporadas a la solución seminal.

Las muestras fueron envasadas en pajillas de 0,25 mL (IMV), a una concentración final de 50
× 10
⁶
espermatozoides por pajilla. Posteriormente, la criopreservación se realizó mediante un
congelador automático Freeze Control Cryobath CL5500 utilizando el programa (6) específico
para semen ovino, iniciando el descenso térmico desde 20 °C hasta alcanzar −50 °C durante
aproximadamente 90 minutos. Finalmente se fueron a caída libre para ser almacenadas en
nitrógeno líquido a −196 °C.

Las evaluaciones post-congelación fueron realizadas 24 horas después de la criopreservación.
Las pajillas fueron descongeladas con el descongelador MT 30/54 (Minitube) a 37 °C durante
40 segundos y mantenidas sobre una platina térmica (Biotherm) para su evaluación posterior.
La valoración cinética espermática se realizó mediante el sistema CASA SCA® (Computer-
Assisted Sperm Analysis), utilizando 5 μL de semen por tratamiento
para evaluar parámetros
relacionados con motilidad progresiva (PR), no progresiva (NP), inmóviles (IM), velocidad
curvilínea
(VCL),
velocidad
promedio
(VAP),
velocidad
lineal
(VSL),
índice
de
rectitud
(STR), índice de linealidad (LIN), amplitud lateral de la cabeza (ALH) y frecuencia de batida
(BCF), conforme a la metodología descrita por Yániz et al. (2015).

La vitalidad espermática fue evaluada mediante la prueba de Eosina
–
Nigrosina (Minitube)
mientras que la funcionalidad de membrana se determinó mediante la prueba HOST (solución

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hipoosmótica), observando la capacidad de los espermatozoides para mantener el equilibrio
osmótico y producir enrollamiento de la cola en células funcionalmente íntegras. Finalmente,
la funcionalidad mitocondrial fue evaluada mediante tinción MitoTracker Green (Invitrogen™)
y
microscopía
de
fluorescencia,
permitiendo
identificar
espermatozoides
con
actividad
mitocondrial funcional.

Para el análisis estadístico se aplicó un Diseño de Bloques Completamente al Azar (DBCA),
considerando tratamiento y colecta como fuentes de variación. El procesamiento de los datos
se
realizó
mediante
el
programa
estadístico
Jamovi
y
los
resultados
se
consideraron
significativos con valores de p < 0,05.

RESULTADOS Y DISCUSIÓN

Con el propósito de conocer cómo respondió el semen ovino a las diferentes concentraciones
de astaxantina incorporadas en el medio de congelación, se analizaron variables relacionadas
con
la
funcionalidad
celular
y
el
movimiento
espermático
después
del
proceso
de
descongelación. Los resultados obtenidos permitieron observar cambios en la integridad de
membrana, la dinámica de movimiento y la actividad flagelar del espermatozoide.

El análisis estadístico presentado en la Tabla 1 evidenció diferencias significativas entre los
tratamientos para HOST (p = 0,048), motilidad no progresiva (p = 0,042) y BCF (p = 0,040).
En
los
demás
parámetros
evaluados
no
se
observaron
diferencias
estadísticamente
significativas (p > 0,05).

Tabla 1.
Análisis del efecto de diferentes concentraciones de Astaxantina sobre la Calidad
espermática

VARIABLE

TESTIGO

T1-0,5

T2-1

T3-2

P

HOST

61.8 ± 4.44

68.0 ± 2.16

67.5 ± 1.91

64.3 ± 1.50

0.048*

Eosina

76.0 ± 3.03

74.3 ± 3.30

74.0 ± 1.83

75.8 ± 3.42

0.611

Progresivo

25.8 ± 3.00

23.6 ± 4.37

33.5 ± 7.90

26.7 ± 9.89

0.200

No
progresivo

53.4 ± 20.1

59.5 ± 7.48

57.0 ± 9.61

73.8 ± 7.04

0.042*

Inmóvil

12.2 ± 9.63

12.4 ± 9.70

6.34 ± 4.82

13.3 ± 13.1

0.430

Mitotracker

64.3 ± 1.50

61.2 ± 6.34

62.0 ± 5.97

61.8 ± 2.64

0.330

Sin
Mitotracker

35.8 ± 1.50

38.8 ± 6.34

38.0 ± 5.97

38.2 ± 2.64

0.330

VCL

62.9 ± 7.16

68.3 ± 6.28

69.5 ± 3.15

65.9 ± 1.26

0.246

VAP

46.8 ± 9.85

46.7 ± 5.79

48.3 ± 5.06

49.7 ± 5.90

0.852

VSL

36.9 ± 7.18

36.4 ± 5.10

38.0 ± 3.54

38.5 ± 3.24

0.849

LIN

71.3 ± 1.69

71.3 ± 1.49

73.4 ± 1.77

74.1 ± 4.04

0.194

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Página | 62

STR

47.5 ± 2.56

51.4 ± 6.29

49.8 ± 0.63

54.0 ± 9.49

0.278

ALH

1.59 ± 0.114

1.78 ± 0.139

1.74 ± 0.162

1.87 ± 0.370

0.121

BCF

10.3 ± 1.88

10.2 ± 2.21

13.0 ± 1.03

11.7 ± 2.33

0.040*

Fuente:
elaboración propia.

Como se observa en la Figura 2, los tratamientos suplementados con astaxantina presentaron
mayores
porcentajes
de
integridad
funcional
de
membrana
en
comparación
con
el
grupo
testigo.

Figura 2.
Efecto de diferentes concentraciones de astaxantina sobre la integridad funcional de
membrana (HOST)

Fuente:
elaboración propia.

Los
tratamientos
T1
(0,5
μM)
y
T2
(1
μM
)
registraron
los
valores
más
altos
de
HOST,
evidenciando una mejor respuesta en la conservación de la funcionalidad de la membrana
plasmática después del proceso de criopreservación. Además, estos tratamientos mostraron una
menor
dispersión
de
los
datos,
indicando
una
respuesta
más
uniforme
entre
las
muestras
analizadas. Por el contrario, el tratamiento control presentó los valores más bajos y una mayor
variabilidad, lo que sugiere una menor estabilidad de la membrana espermática durante los
procesos de congelación y descongelación. Estos resultados indican que la suplementación con
astaxantina podría contribuir a preservar la integridad funcional de la membrana celular y
reducir los efectos negativos asociados al estrés oxidativo.

La
Figura
3
muestra
el
comportamiento
de
la
motilidad
no
progresiva
en
los
diferentes
tratamientos evaluados. Se observa que el tratamiento T3 (2 μM) presentó los valores más
elevados, mostrando además una distribución más homogénea de los datos respecto a los demás
grupos experimentales.

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Página | 63

Figura 3.
Efecto de diferentes concentraciones de astaxantina sobre la motilidad no progresiva

Fuente:
elaboración propia.

Los
tratamientos
T1
y
T2
presentaron
valores
intermedios,
mientras
que
el
grupo
control
registró
una
mayor
dispersión
entre
observaciones.
Aunque
la
motilidad
no
progresiva
representa
un
movimiento
sin
desplazamiento
efectivo
hacia
adelante,
las
diferencias
observadas entre tratamientos evidencian que la adición de astaxantina genera modificaciones
en
la
dinámica
del
movimiento
espermático
posterior
a
la
descongelación.
La
menor
variabilidad observada en los tratamientos suplementados podría indicar una respuesta más
estable frente al proceso de criopreservación.

Los resultados correspondientes a la frecuencia de batida flagelar se presentan en la Figura 4.
Se observa que el tratamiento T2 (1 μM) registró los valores más altos de BCF, acompañado
de una distribución relativamente uniforme de los datos.

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Página | 64

Figura 4.
Efecto de diferentes concentraciones de astaxantina sobre la frecuencia de batida
flagelar (BCF)

Fuente:
elaboración propia.

Este comportamiento sugiere una mayor actividad del flagelo espermático y, por tanto, una
mejor capacidad de movimiento celular. Por otra parte, el tratamiento T3 presentó una mayor
dispersión entre observaciones, mientras que el grupo testigo y el tratamiento T1 mostraron
valores inferiores. La frecuencia de batida flagelar constituye un parámetro importante dentro
de la evaluación cinética espermática, debido a su estrecha relación con la motilidad y el
potencial fecundante de los espermatozoides. En este sentido, los resultados obtenidos sugieren
que
concentraciones
intermedias
de
astaxantina
podrían
favorecer
la
actividad
flagelar
y
contribuir al mantenimiento de la funcionalidad espermática post-congelación.

Los resultados relacionados con la funcionalidad mitocondrial mostraron un comportamiento
similar entre los tratamientos evaluados. Aunque no se identificaron diferencias estadísticas
significativas, los porcentajes de espermatozoides con actividad mitocondrial se mantuvieron
estables
en
todos
los
grupos
experimentales.
Esto
indica
que
la
criopreservación
permitió
conservar una proporción importante de células funcionalmente activas, independientemente
de la concentración de astaxantina utilizada.

En cuanto a los parámetros cinéticos evaluados mediante el sistema CASA, la mayoría de las
variables
analizadas
presentaron
valores
semejantes
entre
tratamientos.
Sin
embargo,
se
observaron
tendencias
favorables
en
algunos
grupos
suplementados
con
astaxantina,
especialmente en las concentraciones de 0,5 μM y
1 μM. La frecuencia de batida flagelar
destacó
entre
las
variables
evaluadas,
mostrando
una
respuesta
más
favorable
en
los

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Página | 65

tratamientos
suplementados,
lo
que
podría
estar
relacionado
con
una
mejor
actividad
del
aparato locomotor espermático después de la descongelación.

De
manera
general,
los
resultados
obtenidos
evidenciaron
que
la
suplementación
con
astaxantina
generó
respuestas
positivas
principalmente
sobre
la
integridad
funcional
de
membrana y algunos aspectos relacionados con la dinámica del movimiento espermático. Los
tratamientos T1 (0,5 μM) y T2 (1 μM) mostraron el comportamiento más consistente en las
variables evaluadas, mientras que la concentración de 2 μM presentó una respuesta diferente
según el parámetro analizado. Estos hallazgos sugieren que la acción de la astaxantina sobre el
semen ovino criopreservado depende tanto de la dosis utilizada como de la variable estudiada,
resaltando
su
potencial
como
complemento
antioxidante
en
protocolos
de
conservación
seminal.

Con base en los objetivos planteados en esta investigación, la evaluación de los resultados post-
descongelación permitió determinar cuatro puntos críticos que definen el impacto biológico de
la
astaxantina
en
el
semen
ovino.
Estas
secciones
analizan
de
forma
sistemática
desde
la
dosificación óptima y la protección de la membrana (HOST), hasta las alteraciones cinéticas
de la motilidad no progresiva y el rol de la frecuencia de batida flagelar (BCF). A continuación,
se desarrolla el sustento teórico y experimental de cada uno de estos ejes fundamentales:

Al evaluar el impacto de la astaxantina sobre el semen ovino criopreservado., se observa que
la dosificación ejerce un efecto bimodal crítico sobre los indicadores de calidad espermática.
Los resultados del presente estudio revelaron que la dosis de 0,5µM (T1) no logra mitigar de
manera
óptima
ciertos
aspectos
cinéticos,
lo
cual
se
atribuye
a
que
una
concentración
demasiado baja del compuesto no alcanza el umbral mínimo necesario en el medio extracelular
para suprimir eficazmente la peroxidación lipídica en membranas altamente ricas en ácidos
grasos poliinsaturados (Orestes-Guzmán et al., 2024). Por el contrario, el incremento de la dosis
a 2 µM (T3) provocó un detrimento en la calidad del movimiento progresivo y un aumento
colateral de espermatozoides no progresivos. Este fenómeno se explica a través de la paradoja
del estrés antioxidante o estrés reductivo, donde dosis saturantes de antioxidantes lipofílicos
anulan por completo las funciones biológicas y de señalización de las especies reactivas de
oxígeno
(ROS)
basales
(Menezes
et
al.,
2022).
Si
bien
las
ROS
en
exceso
causan
daño
estructural,
concentraciones
fisiológicas
mínimas
son
estrictamente
necesarias
como
mensajeros secundarios para regular la activación del movimiento; por lo tanto, la adición
masiva
de
carotenoides
exógenos
en
los
medios
de
congelación
induce
un
desequilibrio

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reductivo
que
bloquea
la
fosforilación
proteica
indispensable
para
el
vigor
espermático,
disminuyendo la velocidad traslacional post-descongelación (García-Álvarez et al., 2021).

Por otro lado, la integridad funcional de la membrana plasmática, evidenciada por los altos
porcentajes
de
la
prueba
endosmótica
(HOST)
en
los
tratamientos
de
0,5
µM
y
1
µM,
demuestra
la
notable
capacidad
de
la
astaxantina
para
insertarse
de
forma
selectiva
en
la
arquitectura celular. A través de modelos de fluorescencia, se ha confirmado que la orientación
trans-membrana de la astaxantina con su cadena de dobles enlaces cruzando la bicapa y sus
anillos
polares
expuestos
a
las
superficies
refuerza
la
resistencia
hidrodinámica
de
la
plasmalema espermática contra el choque osmótico durante la descongelación (Nieto-Sánchez
et al., 2020). El espermatozoide ovino es altamente susceptible al impacto térmico debido a su
escaso citoplasma protector. En este sentido, la protección antioxidante sobre los dominios de
la
membrana
plasmática
previene
la
pérdida
precoz
de
colesterol
y
mantiene
intacta
la
funcionalidad de los canales iónicos reguladores del volumen celular (Soto-Sánchez et al.,
2023).
Al
estabilizar
físicamente
la
bicapa,
la
astaxantina
reduce
la
permeabilidad
pasiva
destructiva
y
preserva la
integridad
estructural
de las
balsas
de
lípidos
(lipid
rafts)
en
los
espermatozoides
de
morueco,
lo
que
se
correlaciona
de
manera
directa
con
puntuaciones
elevadas y consistentes en la prueba HOST (Villaverde et al., 2022).

Finalmente, los resultados cinéticos mediante el sistema CASA revelaron que el tratamiento
con 2 µM de astaxantina (T3) incrementó significativamente la proporción de motilidad no
progresiva.
Este
comportamiento
indica
que
el
antioxidante
mantiene
a
las
células
metabólicamente viables y activas, pero altera su patrón cinético impidiendo una traslación
efectiva. Se ha demostrado que la sobreacumulación de xantofilas en la pieza intermedia y la
región flagelar altera la viscosidad natural de la bicapa lipídica debido a una rigidez física local,
induciendo un patrón cinético errático y un incremento de la trayectoria curvilínea en rumiantes
(Aparicio-Bautista
et
al.,
2023).
Asimismo,
la
pérdida
de
movimiento
rectilíneo
ante
concentraciones excesivas de agentes
protectores responde al bloqueo de vías moleculares
clave
y
canales
de
calcio
específicos
(como
los
CatSper),
los
cuales
son
esenciales
para
modular la simetría del batido flagelar (Cordero-Martínez et al., 2021). Como consecuencia,
los tratamientos saturados desvían los índices de linealidad (LIN) y rectitud (STR), derivando
la
energía
de
la
célula
en
un
batido
oscilatorio
o
circular
de
alta
frecuencia,
pero
hidrodinámicamente
ineficiente,
incapaz
de
generar
progresión
lineal
avanzada
(Ramírez-
Espinoza et al., 2025).

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Es así, la optimización de la calidad seminal observada en el tratamiento de 1 µM se consolida
con el incremento de la Frecuencia de Batida Flagelar (BCF). La BCF constituye un parámetro
predictor fundamental dentro de la evaluación cinética automatizada, estando estrechamente
ligada a la capacidad de los espermatozoides ovinos para superar las barreras físicas del tracto
reproductivo de la hembra (Delgado-Torres et al., 2024). El aumento de la BCF bajo dosis
moderadas
de
astaxantina
se
fundamenta
en
su
capacidad
protectora
dirigida
a
la
hélice
mitocondrial en la pieza intermedia. Al neutralizar el estrés oxidativo a este nivel, se mitiga el
daño enzimático y se preserva el potencial de membrana, existiendo una correlación lineal
positiva entre los niveles de ATP sintetizado y el incremento de la frecuencia de batida flagelar
(Palacín et al., 2022). Esta disponibilidad energética constante optimiza la actividad quimio
mecánica
de
los
brazos
de
dineína
en
el
axonema;
la
reducción
del
estrés
oxidativo
mitocondrial mediante antioxidantes específicos preserva el puente molecular entre el cuerpo
basal y el flagelo, lo que optimiza las oscilaciones de la cabeza y provee el vigor necesario para
una motilidad progresiva eficiente (Ruiz-Sánchez et al., 2023).

Los hallazgos confirman que el tratamiento T2, correspondiente a la dosis óptima de 1 µM de
astaxantina,
se
consolida
como
la
alternativa
más
eficiente
para
mitigar
las
alteraciones
celulares inducidas por la rampa térmica y el estrés oxidativo inherente al proceso.

CONCLUSIÓN

La
suplementación
del
medio
de
criopreservación
con
astaxantina
ejerce
un
efecto
determinante y dosis-dependiente sobre la calidad del semen ovino.

La
incorporación
de
1
µM
de
astaxantina
mostró
resultados
favorables
dentro
de
las
condiciones experimentales evaluadas, lo que evidencia su potencial como complemento en
los protocolos de criopreservación seminal ovina y justifica continuar su evaluación en futuras
investigaciones.

Dentro de las condiciones del presente estudio, la concentración de 1 µM presentó la respuesta
más favorable entre los tratamientos evaluados, principalmente en la integridad funcional de
membrana y la frecuencia de batida flagelar. Por su parte, las concentraciones de 0,5 µM y 2
µM mostraron respuestas variables según el parámetro evaluado.

Los resultados deben interpretarse como preliminares, debido a que el estudio se realizó con
un único semental, lo que limita la generalización de los hallazgos a la población ovina. Por

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ello,
se
requieren
investigaciones
posteriores
con
un
mayor
número
de
donadores
para
confirmar la respuesta observada a las diferentes concentraciones de astaxantina.

REFERENCIAS

Agarwal, A., Virk, G., Ong, C., & Du Plessis, S. S. (2014). Effect of oxidative stress on male
reproduction.
The
World
Journal
of
Men's
Health,
32(1),
1
–
17.
https://doi.org/10.5534/wjmh.2014.32.1.1

Aitken, R. J., & Drevet, J. R. (2020). The importance of oxidative stress in determining the
functionality
of
mammalian
spermatozoa.
Antioxidants,
9(2),
111.
https://doi.org/10.3390/antiox9020111

Ambati, R. R., Phang, S. M., Ravi, S., & Aswathanarayana, R. G. (2014). Astaxanthin: Sources,
extraction, stability, biological activities and its commercial applications
—
A review.
Marine Drugs, 12(1), 128
–
152.
https://doi.org/10.3390/md12010128

Aparicio-Bautista,
M.,
Sandoval,
J.
R.,
&
Leyva,
O.
(2023).
Kinetic
alterations
and
hyperactivation-like patterns in small ruminant spermatozoa induced by carotenoid
overload.
Animal
Reproduction
Science,
248,
107
–
118.
https://doi.org/10.1016/j.anireprosci.2023.107118

Benson, J., Woods, E., Walters, E., & Critser, J. (2012). The cryobiology of spermatozoa.
Theriogenology,
78(8),
1682
–
1699.
https://doi.org/10.1016/j.theriogenology.2012.06.007

Berean, D. I., Bogdan, L. M., & Cimpean, R. (2024). Advancements in understanding and
enhancing
antioxidant-mediated
sperm
cryopreservation
in
small
ruminants:
Challenges
and
perspectives.
Antioxidants,
13(6),
624.
https://doi.org/10.3390/antiox13060624

Bu, Y., Feng, L., Xu, D., Zhang, S., Liang, L., Si, J., Lu, Y., Liu, Q., Yan, G., Wang, Y., Lan, G.,
& Liang, J. (2023). Changes in gut microbiota associated with parity in Large White
sows. Animals, 14(1), 112.
https://doi.org/10.3390/ani14010112

Cordero-Martínez,
A.,
Santos,
E.,
&
Castro,
M.
(2021).
The
role
of
redox
signaling
and
CatSper channels in mammalian sperm progressive motility. Reproduction, Fertility
and Development, 33(9), 561
–
572.
https://doi.org/10.1071/RD21045

Prisma ODS
Revista Científica Multidisciplinar
Volumen
5
, Número
5 -
Año 2026
Página | 69

Delgado-Torres, R. E., Álvarez, S., & Naranjo, P. (2024). Computer-assisted sperm analysis
(CASA) kinematics: Flagellar beat frequency (BCF) as a key predictor of fertility in
frozen-thawed ovine semen. Journal of Animal Reproduction and Biotechnology, 49(2),
89
–
101.
https://doi.org/10.5644/jarb.2024.49.2.89

Gao, S., Heng, N., Liu, F., Guo, Y., Chen, Y., Wang, L., Ni, H., Sheng, X., Wang, X., Xing, K.,
Xiao,
L.,
&
Qi, X.
(2021).
Natural
astaxanthin enhanced
antioxidant capacity
and
improved
semen
quality
through
the
MAPK/Nrf2
pathway
in
aging
layer
breeder
roosters.
Journal
of
Animal
Science
and
Biotechnology,
12(1),
112.
https://doi.org/10.1186/s40104-021-00633-8

García-Álvarez, O., Maroto-Morales, A., & Ramon, M. (2021). The reductive stress paradox:
How
excessive
antioxidant
supplementation
impairs
protein
phosphorylation
and
sperm
function
in
ram
semen.
Theriogenology,
165,
34
–
42.
https://doi.org/10.1016/j.theriogenology.2021.01.012

Gibbons,
A.
E.,
Cueto,
M.
I.,
Macarena,
B.
G.
M.,
&
Fernandez,
J.
(2016).
Manual
de
obtención,
procesamiento
y
conservación
del
semen
ovino.
https://ri.conicet.gov.ar/handle/11336/106147

Labanda, J. E., Moscoso, A. L., Alvarado, J. C., & Maldonado, M. E. (2025). Efecto de hembras
estrogenizadas
sobre
el
comportamiento
sexual
y
la
calidad
seminal
del
carnero.
Ciencia Latina: Revista Multidisciplinar, 9(1), 8411
–
8425.

Menezes, T. A., Silva, B. R., & Lang, L. (2022). Structural and functional impacts of oxidative
and reductive stress during cryopreservation of livestock spermatozoa.
Frontiers in
Veterinary Science, 9, Article 841203.
https://doi.org/10.3389/fvets.2022.841203

Nieto-Sánchez, I., Cruz, L., & Benítez, G. (2020). Transmembrane orientation of astaxanthin
and
its
mechanical
stabilizing
effect
on
the
plasmalema
of
frozen-thawed
ram
spermatozoa.
Cryobiology,
96,
112
–
120.
https://doi.org/10.1016/j.cryobiol.2020.08.004

Orestes-Guzmán, J., Martínez-Páez, Y., & Fuentes, A. (2024). Lipid peroxidation vs lipid raft
rigidity:
The
dual effect
of
xanthophylls
in
ovine
frozen-thawed
extenders.
Spanish
Journal of Agricultural Research, 22(1), e0401.
https://doi.org/10.5424/sjar/2024221-
20412

Prisma ODS
Revista Científica Multidisciplinar
Volumen
5
, Número
5 -
Año 2026
Página | 70

Palacín, I., Prieto, R., & Soler, C. (2022). Mitochondrial ATP synthesis and flagellar beat
frequency in ram spermatozoa protected with microalgae extracts. Animals, 12(14),
1845.
https://doi.org/10.3390/ani12141845

Paucar Quito, J. E., Alvarado Alvarado, J. C., Moscoso Piedra, A. L., & Maldonado Cornejo,
M. E. (2025). Evaluación de tres dilutores comerciales sobre el semen de ovino post-
congelación.
Polo
del
Conocimiento,
10(1),
2542
–
266.
https://polodelconocimiento.com/ojs/index.php/es/article/view/8829

Pendergrass,
W.,
Wolf,
N.,
&
Poot,
M.
(2004).
Efficacy
of
MitoTracker
Green™
and
CMXrosamine to measure changes in
mitochondrial membrane potentials in living
cells
and
tissues.
Cytometry
Part
A,
61A(2),
162
–
169.
https://doi.org/10.1002/cyto.a.20033

Ramírez-Espinoza,
F.,
González-Marín,
C.,
&
Castillo,
J.
(2025).
Deviation
of
kinematic
indexes (LIN and STR) in domestic ruminants due to cryoprotective additive saturation.
Veterinary Medicine and Science, 11(2), 234
–
245.
https://doi.org/10.1002/vms3.2025

Rodríguez-Martínez, H., Kvist, U., Ernerudh, J., Sanz, L., & Calvete, J. J. (2011). Seminal
plasma
proteins:
What
role
do
they
play?
American
Journal
of
Reproductive
Immunology, 66(S1), 11
–
22.
https://doi.org/10.1111/j.1600-0897.2011.01033.x

Ruiz-Sánchez, A., Valenzuela, M., & Ortega, P. (2023). Preservation of the basal body and
axonemal
integrity
through
targeted
mitochondrial
antioxidant
extenders
in
ovine
species.
Biopreservation
and
Biobanking,
21(4),
312
–
321.
https://doi.org/10.1089/bio.2022.0145

Soto-Sánchez, H., Cáceres, P., & Machuca, R. (2023). Ion channel regulation and volume
control
under
osmotic
stress
in
frozen-thawed
ram
spermatozoa.
Reproduction
in
Domestic Animals, 58(5), 621
–
633.
https://doi.org/10.1111/rda.14321

Valko, M., Rhodes, C., Moncol, J., Izakovic, M., & Mazur, M. (2006). Free radicals, metals
and antioxidants in oxidative stress-induced cancer. Chemico-Biological Interactions,
160(1), 1
–
40.
https://doi.org/10.1016/j.cbi.2005.12.009

Villaverde, S., Fernández, A., & Gomez, M. (2022). Membrane lipid rafts preservation and
hyposmotic swelling test (HOST) scores
in small ruminants: The protective role of

Prisma ODS
Revista Científica Multidisciplinar
Volumen
5
, Número
5 -
Año 2026
Página | 71

hydrophobic
antioxidants.
Small
Ruminant
Research,
210,
Article
106674.
https://doi.org/10.1016/j.smallrumres.2022.106674

Wu,
L.,
Xue,
R.,
&
Chen,
J.
(2024).
Astaxanthin
supplementation
in
mammalian
semen
extenders:
A
systematic
review
and
meta-analysis.
Cryobiology,
115,
5463.
https://doi.org/10.1016/j.cryobiol.2023.104839

Yániz,
J.,
Palacín,
I.,
Vicente-Fiel,
S.,
Sánchez-Nadal,
J., &
Santolaria,
P.
(2015).
Sperm
population structure in high and low field fertility rams. Animal Reproduction Science,
156, 128
–
134.
https://doi.org/10.1016/j.anireprosci.2015.03.012

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M.
P.,
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Encalada,
M.
S.,
Maldonado
Cornejo,
M.,
Alvarado
Alvarado, J. C., & Moscoso Piedra, A. (2026). Variación de los Efectos de la Astaxantina sobre
la
Motilidad
y
Funcionalidad
del
Semen
Ovino
Congelado.
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Revista
Multidisciplinaria
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